Le butyrate réduit l'absorption cellulaire du magnésium indépendamment de la régulation métabolique chez Caco - Guangdong BoldFrontier Technologies Co., Ltd.

Rapports scientifiques volume 12, Numéro d'article : 18551 (2022) Citer cet article

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Il a été démontré que la digestion des fibres alimentaires par les bactéries intestinales stimule l'absorption intestinale des minéraux [par exemple, le calcium (Ca2+) et le magnésium (Mg2+)]. Bien qu'il ait été suggéré que le pH local et les concentrations d'acides gras à chaîne courte (SCFA) déterminent l'absorption des cations divalents, les mécanismes moléculaires exacts sont encore inconnus. Par conséquent, cette étude visait à déterminer les effets des AGCC sur l'absorption intestinale du Mg2+. Nous montrons que la concentration de butyrate dans le côlon est corrélée négativement avec les taux sériques de Mg2+ chez les souris de type sauvage. De plus, le butyrate de Na a significativement inhibé l'absorption de Mg2+ dans les cellules Caco-2, tandis que l'absorption de Ca2+ n'a pas été affectée. Bien que le butyrate de Na ait considérablement réduit le taux de production d'ATP total et entraîné une augmentation de la phosphorylation de la protéine kinase activée par l'AMP (AMPK), l'inhibition de l'absorption de Mg2+ par le butyrate a précédé ces conséquences. Il est important de noter que les examens électrophysiologiques ont démontré que le butyrate intracellulaire réduisait directement l'activité du complexe de canaux hétéromères Mg2 +, la mélastatine potentielle de récepteur transitoire (TRPM) 6/7. Le blocage de l'absorption cellulaire du butyrate a empêché son effet inhibiteur sur l'absorption du Mg2+, démontrant que le butyrate agit de manière intracellulaire. Nos travaux ont identifié le butyrate comme un nouveau régulateur de l'absorption intestinale de Mg2+ qui fonctionne indépendamment de la régulation métabolique. Cette découverte met en évidence le rôle de la fermentation microbienne dans la régulation de l'absorption des minéraux.

L'absorption du magnésium (Mg2+) dans l'intestin est facilitée par différentes voies d'absorption1. Le transport paracellulaire passif se produit dans l'intestin grêle, tandis que le transport actif dans le côlon est facilité par les canaux de la famille des canaux cationiques de la mélastatine potentielle des récepteurs transitoires (TRPM), TRPM6 et TRPM7, du côté apical2,3, et la cycline M4 (CNNM4) du côté basolatéral des entérocytes4. Jusqu'à présent, on sait peu de choses sur les facteurs régulant l'absorption intestinale du Mg2+.

La supplémentation orale en Mg2+ est souvent insuffisante pour rétablir les taux sanguins de Mg2+ dans les maladies à prévalence accrue de carence en Mg2+ telles que le diabète sucré de type 2 (DT2), l'hypertension, les maladies cardiovasculaires et l'hypomagnésémie induite par les inhibiteurs de la pompe à protons (IPP)5,6,7. Par conséquent, il existe un besoin urgent d'options thérapeutiques alternatives qui stimulent l'absorption intestinale du Mg2+. Cibler le microbiote intestinal à l'aide de fibres alimentaires est une stratégie prometteuse, car il a été démontré que la fermentation des fibres alimentaires par les bactéries intestinales améliore l'absorption intestinale du Mg2+8,9. Cependant, les mécanismes moléculaires sous-jacents sont encore inconnus.

Un mécanisme possible est que les acides gras à chaîne courte (AGCC ; acétate, propionate et butyrate), dérivés de la fermentation bactérienne de glucides alimentaires complexes, sont impliqués dans l'augmentation de l'absorption du Mg2+10. Il existe de plus en plus de preuves que les AGCC agissent comme des molécules de signalisation clés entre le microbiote intestinal et l'hôte10,11,12. En effet, les AGCC renforcent l'intégrité de la barrière muqueuse, modulent les réponses des cellules immunitaires et affectent le métabolisme du cholestérol, des lipides et du glucose dans divers tissus12. Dans le contexte de la physiologie intestinale, le butyrate a été étudié de manière plus intensive pour son rôle de source d'énergie primaire pour les colonocytes et ses effets protecteurs contre l'inflammation et le cancer colorectal13,14,15.

Les fibres prébiotiques (p. ex. oligofructose, inuline) augmentent la production d'AGCC et abaissent le pH intraluminal du côlon. Ces facteurs se sont révélés bénéfiques pour la solubilité et l'absorption du Mg2+ dans différents modèles expérimentaux8,16,17. En tant que tels, les effets stimulants du microbiote intestinal sur l'absorption du Mg2+ sont supposés dépendre des AGCC, soit par acidification de la lumière intestinale, soit en affectant les mécanismes de transport actifs. Bien que ces concepts aient été largement adoptés dans la littérature scientifique actuelle, les effets directs des AGCC sur l'absorption intestinale du Mg2+ n'ont jamais été clarifiés.

Cette étude a examiné le rôle physiologique des AGCC sur l'absorption intestinale de Mg2+ en élucidant les mécanismes moléculaires par lesquels les AGCC modulent l'absorption de Mg2+ dans la lignée cellulaire du côlon humain Caco-2, et en corrélant les niveaux sériques de Mg2+ aux concentrations coliques d'AGCC chez les souris C57BL/6J de type sauvage.

Pour déterminer si les AGCC dérivés du microbiote influencent l'homéostasie du Mg2+, des analyses de corrélation ont été effectuées entre les concentrations d'AGCC coliques et les taux sériques de Mg2+ chez des souris C57BL/6J de type sauvage (Fig. 1). Nous avons mesuré la concentration relative d'AGCC dans des échantillons de côlon prélevés lors d'une étude précédente18. L'analyse de régression linéaire a montré une corrélation inverse significative des concentrations de butyrate colique avec les taux sériques de Mg2+ (P < 0,05, r2 = 0,22) (Fig. 1A). Aucune corrélation n'a été trouvée entre les taux sériques de Mg2+ et les concentrations coliques d'acétate ou de propionate (Fig. 1B, C). Aucune corrélation n'a été trouvée entre les concentrations d'AGCC coliques et les taux sériques de Ca2+ (Fig. S1 supplémentaire).

Les concentrations de butyrate dans le côlon sont négativement corrélées aux taux sériques de Mg2+ chez la souris. (A–C) Des analyses de régression linéaire simple ont été effectuées sur les concentrations d'AGCC coliques, obtenues à partir d'un ensemble de données publié précédemment18, et sur les taux sériques de Mg2+ de 25 souris mâles C57BL/6J de type sauvage. Analyse de régression linéaire simple entre les concentrations coliques de butyrate (y = −2,24x + 1,52, r2 = 0,22, P < 0,05) (A), acétate (y = −0,05x + 1,22, r2 = 0,006) (B), propionate ( y = 0,15x + 1,15, r2 = 0,003) (C) et taux sériques de Mg2+. Les données sont tracées sous forme de points de données individuels avec la ligne linéaire indiquant la relation. P < 0,05 est considéré comme significatif.

Pour expliquer le mécanisme sous-jacent de la corrélation inverse entre les concentrations de butyrate colique et les taux sériques de Mg2+, nous avons cherché à savoir si le butyrate affectait l'absorption de Mg2+ dans la lignée cellulaire humaine du côlon Caco-2 en utilisant l'isotope lourd 25Mg. Les cellules incubées pendant 20 min avec 2, 4 ou 8 mmol/L de butyrate de sodium présentaient une absorption de 25 Mg2+ significativement réduite par rapport au témoin (100 % contre 88 % ± 2 contre 86 % ± 4 contre 72 % ± 3, respectivement , P < 0,05) (figure 2A). Il convient de noter qu'un effet dose-réponse a également été observé dans la plage de concentration physiologique (8 à 40 mmol/L) (Fig. S2 supplémentaire)15. Une réduction similaire de l'absorption de 25Mg2+ a été observée dans les cellules incubées avec du propionate de Na et de l'acétate de Na (Fig. S2 supplémentaire). D'autres expériences ont été réalisées en utilisant la faible concentration physiologique de 8 mmol/L. L'effet inhibiteur du butyrate de Na était dépendant du temps, car 8 mmol / L de butyrate de Na entraînaient une absorption significativement réduite de 25 Mg2 + entre 10 et 30 min par rapport aux cellules traitées par le contrôle (P <0, 05) (Fig. 2B). L'absorption de 45Ca2 + n'a pas été inhibée par le traitement au butyrate de sodium dans les cellules Caco-2 (Fig. S2 supplémentaire). Ensuite, du butyrate de Na (0–20 mmol/L) a été ajouté à un tampon contenant du vert de magnésium et du MgCl2, afin de tester si le butyrate de Na serait capable de se lier suffisamment au Mg2+ pour diminuer la fluorescence médiée par la liaison du vert de magnésium au Mg2+. Aucune des concentrations testées de Na-butyrate n'a entraîné une intensité de fluorescence inférieure (Fig. 2C). Comme contrôle pour notre test, l'ajout de 1 mmol/L d'ATP au tampon contenant du vert de magnésium et du MgCl2 a réduit la fluorescence du vert de magnésium de deux fois (98 % ± 10 contre 46 % ± 18, P < 0,05) et 2 mmol/L L'ATP a complètement aboli la fluorescence (Fig. 2D). Pour déterminer si les effets du butyrate dépendaient des actions intracellulaires, l'absorption du butyrate via le transporteur de monocarboxylate 1 (MCT1) a été bloquée par l'inhibiteur connu de MCT1, la phlorétine19. Semblable aux expériences précédentes, une incubation de 20 min avec 8 mmol/L de butyrate de Na a significativement réduit l'absorption de 25Mg2+ (100 % contre 65 % ± 5, P < 0,05) et cet effet a été abrogé par l'ajout de 1 mmol/L de phlorétine (65 % ± 5 contre 101 % ± 10, P < 0,05) (Fig. 2E).

Le traitement au butyrate entraîne une réduction de l'absorption de 25Mg2+ dans les cellules Caco-2. (A) Absorption de 25Mg2+ par les cellules Caco-2 après 20 min de traitement avec des concentrations croissantes de Na-butyrate (2–8 mmol/L). Les données représentent la moyenne ± SEM (n = 3, chaque expérience consistait en trois exemplaires). *P < 0,05 est considéré comme statistiquement significatif par rapport aux cellules témoins utilisant l'ANOVA à un facteur avec la correction de Dunnett pour les tests multiples. (B) Évolution dans le temps de l'absorption de 25Mg2+ par les cellules Caco-2 traitées avec 8 mmol/L de butyrate de Na (ligne pointillée) ou de contrôle (ligne continue) pendant 30 min. Les données représentent la moyenne ± SEM (n = 3, chaque expérience consistait en trois exemplaires). * P < 0,05 est considéré comme statistiquement significatif par rapport aux cellules témoins au même moment en utilisant le test t de Student. (C, D) Intensité de fluorescence de 2 µmol/L de vert de magnésium dans un tampon MgCl2 de 1 mmol/L avec des concentrations croissantes de Na-butyrate (0–20 mmol/L) (C) et d'ATP (0–2 mmol/L ) (D). Les données représentent la moyenne ± SEM (n = 4 (C) et n = 3 (D), chaque expérience était constituée de doublons). (E) 25Mg2+ absorption par les cellules Caco-2 après 20 min de traitement avec 8 mmol/L Na-butyrate, ou 8 mmol/L Na-butyrate et 1 mmol/L phlorétine. Les données représentent la moyenne ± SEM (n = 3, chaque expérience consistait en trois exemplaires). *P < 0,05 est considéré comme statistiquement significatif par rapport aux cellules témoins utilisant l'ANOVA à un facteur avec la correction de Sidak pour les tests multiples.

Étant donné que le butyrate est la principale source d'énergie des colonocytes20,21, nous avons émis l'hypothèse que le traitement au butyrate entraîne une absorption inférieure de 25Mg2+ en modulant le métabolisme cellulaire (Fig. 3). Pour étudier cela plus en détail, les effets du traitement au butyrate sur la phosphorylation oxydative mitochondriale (OXPHOS) et la glycolyse, les deux principales voies métaboliques responsables de la production d'ATP, ont été examinés à l'aide de l'analyseur Seahorse Xfe96. Le traitement des cellules avec 8 mmol / L de butyrate de Na a diminué le taux d'acidification extracellulaire (ECAR) (Fig. 3A) et augmenté le taux de consommation d'oxygène (OCR) (Fig. 3B). La quantification des taux de production d'ATP a démontré que le traitement au butyrate entraînait une diminution significative de la production d'ATP glycolytique (52,71 ± 2,55 contre 42,95 ± 2,13 pmol d'ATP/min/µg de protéine, P < 0,05) (Fig. 3C) et une augmentation de la production d'ATP mitochondriale ( 23,70 ± 3,35 contre 29,84 ± 3,17 pmol ATP/min/µg de protéine, P < 0,05) (Fig. 3D). Ensemble, le traitement au butyrate a entraîné une diminution significative de la production totale d'ATP (76,41 ± 2,06 contre 72,79 ± 2,78 pmol d'ATP/min/µg de protéine, P < 0,05) (Fig. 3E). En revanche, le traitement des cellules avec 8 mmol / L d'acétate ou de propionate n'a pas affecté les taux de production d'ATP total, mais a entraîné une diminution de la production d'ATP glycolytique et une augmentation de la production d'ATP mitochondriale (Fig. S3 supplémentaire).

Le traitement au butyrate entraîne une baisse des taux de production d'ATP en modulant le métabolisme cellulaire. (A, B) Taux d'acidification extracellulaire (ECAR) (A) et taux de consommation d'oxygène (OCR) (B) des cellules Caco-2 traitées avec le contrôle (ligne continue) ou 8 mmol/L de butyrate de Na (ligne pointillée) (première flèche), suivie de 2 µmol/L d'oligomycine (bloque OXPHOS en tant qu'inhibiteur de l'ATP synthase ; deuxième flèche) et d'un mélange de 0,5 µmol/L de roténone et d'antimycine A (bloque OXPHOS en tant qu'inhibiteur des complexes mitochondriaux I et III, respectivement ; troisième flèche ), tel que mesuré avec l'analyseur Seahorse Xfe96 et normalisé aux cellules témoins. Les résultats d'une expérience représentative sont présentés, les expériences ont été répétées en triple. Les données représentent la moyenne ± SEM avec 12 répétitions par condition. (C–E) Taux de production d'ATP glycolytique (C), mitochondrial (D) et total (C) des cellules avant (basal) et après traitement (induit) avec 8 mmol/L de butyrate de Na. Les données représentées dans (C – E) représentent la moyenne ± SEM et sont calculées à partir de traces individuelles de trois expériences indépendantes, dont les traces représentatives d'une expérience sont représentées dans (A, B). *P < 0,05 est considéré comme statistiquement significatif par rapport à basal en utilisant le test t de Student apparié.

Afin de mieux comprendre la réduction induite par le butyrate des niveaux d'ATP totaux, nous avons analysé les niveaux de phosphorylation de la protéine kinase activée par l'AMP (AMPK). L'AMPK est le capteur d'énergie principal de la cellule et est phosphorylé dans des conditions de faible ATP22 intracellulaire. Les cellules Caco-2 ont été traitées avec 8 mmol/L de butyrate de Na, 25 mmol/L de glucose (pour stimuler la production d'ATP) ou 2 µmol/L d'oligomycine (pour inhiber la production d'ATP) pendant 5, 10 et 20 min.

Comparé au contrôle, le traitement au butyrate avait tendance à entraîner une phosphorylation de l'AMPK 1, 2 fois plus élevée après 5 min (non statistiquement significative), tandis que le traitement à l'oligomycine entraînait une phosphorylation de l'AMPK presque deux fois plus élevée (Fig. 4A, D). Pourtant, le traitement au butyrate a entraîné une phosphorylation de l'AMPK significativement plus élevée de près de 1,5 fois après 10 min (Fig. 4B, E) et de deux fois après 20 min (Fig. 4C, F). De même, le traitement à l'oligomycine a entraîné une phosphorylation de l'AMPK systématiquement plus élevée à 10 (Fig. 4B, E) et 20 min (Fig. 4C, F). Inversement, le traitement au glucose, connu pour augmenter la production d'ATP, a entraîné une diminution de la phosphorylation de l'AMPK, qui n'était significative qu'après 10 min (Fig. 4A – F). L'une des principales voies de signalisation en aval régulées par l'AMPK est la voie de la cible mammifère de la rapamycine (mTOR), impliquant S6K comme cible directe en aval23. Comme l'AMPK activé inhibe la voie mTOR, les niveaux de phosphorylation de S6K ont été étudiés aux mêmes moments. Aucun effet du traitement avec du butyrate, du glucose ou de l'oligomycine n'a été observé sur la phosphorylation de S6K après 5 min (Fig. 4G, J). Cependant, le traitement au butyrate a entraîné une phosphorylation de S6K significativement inférieure de deux fois après 10 min (Fig. 4H, K) et de 2, 5 fois après 20 min (Fig. 4I, L). À ce dernier moment, le traitement au glucose a entraîné une phosphorylation de S6K significativement plus élevée avec 1,5 fois (Fig. 4I, L). Toutes les données brutes originales de Western blot sont décrites dans les informations supplémentaires (Figs. Supplémentaires S4–S5).

Le traitement au butyrate affecte la signalisation AMPK. (A–C) Images représentatives d'immunoblot de pAMPK (62 kDa) et d'AMPK total (62 kDa) de lysats de cellules Caco-2 après traitement avec 8 mmol/L de butyrate de Na, 25 mmol/L de glucose ou 2 µmol/L d'oligomycine pendant 5 min (A), 10 min (B) et 20 min (C). (D–F) Analyse densitométrie de l'expression de pAMPK corrigée pour les niveaux d'expression totaux de l'AMPK après 5 min (D), 10 min (E) et 20 min (F) de traitement avec 8 mmol/L Na-butyrate, 25 mmol/L glucose ou 2 µmol/L d'oligomycine. (G – I) Images d'immunoblot représentatives de pS6K (70 kDa) et de S6K total (70 kDa) de lysats de cellules Caco-2 après traitement avec 8 mmol/L de butyrate de Na, 25 mmol/L de glucose ou 2 µmol/L d'oligomycine pendant 5 min (G), 10 min (H) et 20 min (I). (J–L) Analyse densitométrie de l'expression de pS6K corrigée pour l'expression totale de S6K après 5 min (J), 10 min (K) et 20 min (L) de traitement avec 8 mmol/L de butyrate de Na, 25 mmol/L de glucose , ou 2 µmol/L d'oligomycine. Les données représentent la moyenne ± SEM (n = 3, chaque expérience consistait en trois exemplaires). *P < 0,05 est considéré comme statistiquement significatif par rapport aux cellules témoins utilisant l'ANOVA à un facteur avec la correction de Dunnett pour les tests multiples. Tous les immunoblots originaux sont présentés dans les figures supplémentaires. S4–S5.

Pour déterminer si l'inhibition de l'absorption de Mg2+ induite par le traitement au butyrate dépendait de la signalisation AMPK (Fig. 5), les cellules Caco-2 ont été traitées pendant 5, 10 et 20 min avec 8 mmol/L de butyrate de Na et/ou 2 mmol /L AICAR, un composé activant l'AMPK bien connu24. Comme observé dans les expériences précédentes, le traitement au butyrate a entraîné une absorption significativement plus faible de 25Mg2+ à tous les moments (Fig. 5A – C). Cependant, le traitement AICAR, qui a entraîné l'activation de l'AMPK, n'a pas affecté l'absorption de 25Mg2+ après 5 min (Fig. 5A) et a entraîné une absorption plus élevée de 25Mg2+ après 10 min (Fig. 5B). Pourtant, le traitement combiné AICAR et butyrate a entraîné une absorption significativement plus faible de 25Mg2+ par rapport au traitement avec AICAR seul (Fig. 5A–C). Par la suite, nous avons analysé si de faibles niveaux d'ATP intracellulaire inhibaient directement l'absorption de 25Mg2+ en traitant les cellules avec de l'oligomycine pendant 5, 10 et 20 min. Alors que 5 minutes de traitement au butyrate ont entraîné une absorption de 25Mg2+ significativement inférieure de près de 1,5 fois, il n'y a eu aucun effet de 5 minutes de traitement à l'oligomycine (Fig. 5D). Après 10 et 20 min, le traitement au butyrate et à l'oligomycine a tous deux entraîné une absorption de 25Mg2+ significativement inférieure (Fig. 5E).

Le traitement au butyrate réduit l'absorption de 25Mg2+ indépendamment de l'ATP. (A–C) Absorption de 25Mg2+ par les cellules Caco-2 après traitement avec 8 mmol/L Na-butyrate et/ou 2 mmol/L AICAR pendant 5 min (A), 10 min (B) et 20 min (C). Les données représentent la moyenne ± SEM (n = 3, chaque expérience consistait en trois exemplaires). *P < 0,05 est considéré comme statistiquement significatif par rapport aux cellules témoins utilisant l'ANOVA à un facteur avec la correction de Sidak pour les tests multiples. (D–E) Absorption de 25Mg2+ par les cellules Caco-2 après traitement avec 8 mmol/L de butyrate de Na ou 2 µmol/L d'oligomycine après 5 min (D). Évolution dans le temps de l'absorption de 25Mg2+ par les cellules Caco-2 après traitement avec 8 mmol/L de butyrate de Na ou 2 µmol/L d'oligomycine à 5, 10 et 20 min (E). Les données représentent la moyenne ± SEM (n = 3, chaque expérience consistait en trois exemplaires). *P < 0,05 est considéré comme statistiquement significatif par rapport aux cellules témoins au même moment en utilisant l'ANOVA à un facteur avec la correction de Dunnett pour les tests multiples.

Par la suite, les effets directs potentiels du butyrate sur l'absorption de Mg2+ ont été étudiés (Fig. 6). Au cours de la dernière décennie, les canaux hétéromères TRPM6/7 ont été établis comme les principaux régulateurs de l'absorption du Mg2+ dans le côlon2,3. Afin d'explorer si TRPM6/7 est impliqué dans l'absorption de Mg2+ inhibée par le traitement au butyrate, les cellules Caco-2 ont été traitées avec 8 mmol/L de butyrate de Na et l'inhibiteur de TRPM6/7 NS8593 (30 µmol/L) pendant 10 minutes3. Fait important, le traitement des cellules Caco-2 avec du butyrate et du NS8593 a entraîné une absorption de 25Mg2+ quatre fois plus faible (100 % contre 24 % ± 2, P < 0,05), similaire à l'effet du NS8593 seul. Cela suggère que le traitement au butyrate exerce son effet via TRPM6/7 (Fig. 6A). Par conséquent, nous avons recherché si le butyrate pouvait affecter directement l'activité du canal TRPM6/7. Des cellules de rein embryonnaire humain (HEK293) transfectées de manière transitoire avec TRPM6 / 7 ont été soumises à un patch-clamp de cellules entières en utilisant 8 mmol / L de butyrate de Na dans la solution de pipette de patch. Les cellules exposées au Na-butyrate intracellulaire ont présenté des densités de courant significativement plus faibles au fil du temps à + 80 mV et – 80 mV, par rapport au témoin (759 ± 159 contre 433 ± 53 pA/pF, P < 0,05 et − 45 ± 10 contre − 18 ± 4 pA/pF, P < 0,05, respectivement) (Fig. 6B,C). Il convient de noter que les effets du Na-butyrate intracellulaire ont spécifiquement entraîné des densités de courant plus faibles de TRPM7, car les densités de courant de TRPM6 n'ont pas été affectées (Fig. S6 supplémentaire). Toutes les traces originales d'enregistrements électrophysiologiques sont décrites dans les informations supplémentaires (Figs supplémentaires. S7 à S9).

Le butyrate intracellulaire entraîne une baisse de l'activité du canal TRPM6/7. (A) 25Mg2+ absorption par les cellules Caco-2 après traitement avec 8 mmol/L Na-butyrate et/ou 30 µmol/L NS8593 après 10 min. Les données représentent la moyenne ± SEM (n = 3, chaque expérience consistait en trois exemplaires). * P < 0,05 est considéré comme statistiquement significatif par rapport aux cellules témoins utilisant l'ANOVA à un facteur avec la correction de Sidak pour les tests multiples. (B, C) Courants de cellules entières mesurés à - 80 mV et + 80 mV au fil du temps dans des cellules HEK293 transfectées par TRPM6/7 (HA-mTRPM7 pCINEo IRES GFP et HA-hTRPM6 pCINEo IRES GFP) sans (cercles, n = 9 ) ou avec 8 mmol/L Na-butyrate (carrés, n = 11) dans la solution de pipette intracellulaire (B). Graphiques à barres des amplitudes de courant sans (Contrôle) ou avec 8 mmol/L Na-butyrate (Na-butyrate) dans la solution de pipette intracellulaire (C). Les données représentent la moyenne ± SEM. *P < 0,05 est considéré comme statistiquement significatif par rapport aux cellules témoins en utilisant le test t de Student.

Notre étude démontre que le butyrate, un acide gras à chaîne courte dérivé de la fermentation bactérienne, réduit l'absorption intestinale de Mg2+ médiée par les TRPM6/7 précédant les modifications de la régulation métabolique. Cette conclusion est basée sur les résultats suivants : (i) les concentrations coliques de butyrate sont négativement corrélées avec les taux sériques de Mg2+ chez les souris de type sauvage ; (ii) le traitement au butyrate entraîne une absorption inférieure de 25Mg2+ dans la lignée cellulaire Caco-2 du côlon humain ; (iii) le traitement combiné des cellules Caco-2 avec du butyrate et de la phlorétine, un inhibiteur spécifique du transporteur de butyrate MCT1, empêche cette absorption inférieure de 25Mg2+ ; (iv) le traitement des cellules Caco-2 avec du butyrate et NS8593, un bloqueur TRPM6/7, entraîne une absorption de 25Mg2+ quatre fois plus faible, similaire au traitement des cellules Caco-2 avec NS8593 seul ; (v) le butyrate intracellulaire entraîne une activité du canal TRPM6/7 significativement plus faible.

La fermentation des glucides alimentaires par le microbiote intestinal est associée à une meilleure absorption des minéraux25. Dans le côlon humain, l'acétate, le propionate et le butyrate sont produits dans un rapport molaire d'environ 60:20:20 avec des concentrations comprises entre 20 et 140 mmol/L10,26. L'acétate et le propionate sont des modulateurs importants du métabolisme des lipides, du glucose et du cholestérol dans divers tissus, tandis que le butyrate exerce des fonctions systémiques limitées mais est un modulateur important de l'homéostasie du côlon10,15,25. Ici, nous rapportons que seules les concentrations coliques de butyrate, mais pas d'acétate et de propionate, étaient en corrélation avec les taux sériques de Mg2+ chez les souris C57BL/6J de type sauvage. Dans le côlon, le butyrate est la principale source d'énergie des entérocytes et agit comme un inhibiteur de l'histone désacétylase (HDAC)15. Ces fonctions dépendent de l'absorption du butyrate par les transporteurs de monocarboxylate (par exemple, MCT1)26,27. Nous démontrons maintenant que le butyrate entraîne une absorption réduite de 25Mg2+ via des mécanismes intracellulaires, car la phlorétine, un inhibiteur spécifique du transporteur de butyrate MCT1, abolit l'effet inhibiteur du butyrate sur l'absorption de 25Mg2+. Plus précisément, nos résultats suggèrent que le butyrate intracellulaire initie un mécanisme de rétroaction négative pour l'absorption de 25Mg2+ par inhibition des canaux TRPM6/7.

Nous avons montré par des expériences de patch-clamp sur cellules entières que le butyrate intracellulaire entraînait des courants TRPM6 / 7 1,5 fois inférieurs à ceux des cellules non traitées. Les acides gras ont déjà été signalés comme modulateurs intracellulaires de l'activité des canaux ioniques et sont capables d'agir comme (anta)agonistes sur les canaux du potentiel de récepteur transitoire (TRP)28,29,30,31. Il a été démontré que les acides gras polyinsaturés, notamment l'acide arachidonique, l'acide eicosapentaénoïque (EPA) et l'acide docosahexaénoïque, inhibent les courants TRPM8 dans les cellules ovariennes du hamster chinois32. De plus, 40 µmol/L d'acide linoléique (LA) réduisaient significativement les courants aux potentiels membranaires négatifs et positifs des canaux TRPM8 et TRPV1 dans les cellules Drosophila S233. De même, 10 µmol/L LA et EPA ont inhibé les courants évoqués par la capsaïcine de TRPV1 de 82 % et 48 % dans les cellules HEK293, respectivement34. Ces acides gras ont inhibé de manière compétitive les courants TRPV1 évoqués par des ligands (par exemple la capsaïcine), suggérant un site de liaison commun34. Bien que ces études aient étudié les acides gras à longue chaîne, nos données suggèrent un mécanisme similaire pour le butyrate SCFA.

Généralement, deux mécanismes sont considérés pour expliquer les effets du butyrate sur l'activité TRPM6/7 : le SCFA peut se lier directement au canal ou affecter la bicouche lipidique28,35. Le butyrate agit comme un ligand pour les récepteurs couplés aux protéines G (GPCR), tels que GPR43 (FFAR2), sur les cellules épithéliales intestinales10,13. L'activation de GPR43 par le butyrate stimule l'activité de la phospholipase C (PLC), qui à son tour convertit le phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate (PIP2) en diacylglycérol (DAG) et en inositol triphosphate (IP3)36. Étant donné que l'activité de TRPM7 est régulée négativement par l'hydrolyse de PIP237, 38, 39, on pourrait émettre l'hypothèse que le butyrate inhibe indirectement l'activité de TRPM7 par l'hydrolyse de PIP2 via l'activation de GPR43 à la membrane de surface cellulaire. Cependant, ce mécanisme est peu probable, car l'effet inhibiteur du butyrate sur le canal TRPM6/7 était spécifique à l'application intracellulaire de butyrate. La régulation négative de l'activité TRPM6/7 par le butyrate pourrait être causée par une interaction directe avec le canal, ou via une régulation indirecte par des voies inhibitrices comme la voie PKC/RACk140. Par conséquent, des études structurelles sont nécessaires pour identifier s'il existe des sites d'interaction du butyrate dans les canaux TRPM6/7.

Bien que nous montrons que l'absorption réduite de Mg2+ médiée par le butyrate précède les effets du traitement au butyrate sur la régulation métabolique, nous ne pouvons pas exclure que des niveaux réduits d'ATP contribuent à l'effet inhibiteur à long terme du traitement au butyrate sur l'absorption de 25Mg2+. Bien que l'inhibition de l'absorption de 25Mg2+ dépendante du butyrate ait précédé les effets du traitement au butyrate sur la production d'ATP, le blocage de la production d'ATP par le traitement à l'oligomycine a également entraîné une absorption significativement plus faible de 25Mg2+ après 10 et 20 min. À ces moments, le traitement au butyrate et à l'oligomycine a tous deux entraîné une phosphorylation significativement plus élevée de l'AMPK, confirmant un état intracellulaire de faible ATP. Cette inhibition est similaire à ce qui est observé avec les médicaments activateurs de l'AMPK, comme la metformine41. Une pré-incubation de 24 h avec de la metformine ou de l'AICAR a significativement réduit l'absorption de 25Mg2+ dans les cellules Caco-2 et dans la lignée cellulaire rénale mDCT1541. Nos résultats démontrent que de faibles niveaux d'ATP intracellulaire s'accompagnent d'une absorption réduite de Mg2+. Ainsi, le butyrate peut jouer un double rôle dans la réduction de l'absorption de Mg2+ en affectant l'activité TRPM6/7 de manière aiguë et en réduisant les niveaux d'ATP intracellulaire dans une réponse retardée.

Nos résultats suggèrent que le butyrate fournit un mécanisme de rétroaction négative pour l'absorption colique du Mg2+ lors de l'apport en fibres alimentaires. Les fibres alimentaires sont connues pour acidifier la lumière intestinale et ainsi augmenter la solubilité du Mg2+ dans le côlon8,9,16,17,42. Lorsque la concentration luminale de Mg2+ ionisé est plus élevée, la perméabilité au Mg2+ dans le côlon doit être réduite pour maintenir l'absorption de Mg2+ stable. Étant donné que les fibres alimentaires augmentent également la diversité microbienne et par la suite la production de butyrate43,44, le butyrate fournit une excellente molécule de signalisation pour réduire l'activité du canal Mg2+. Puisqu'il y a une oscillation des concentrations de butyrate lors de la fermentation des fibres alimentaires45,46, les canaux TRPM6/7 ne seront pas constamment inhibés. Compte tenu du fait que l'absorption du Mg2+ via les canaux TRPM6/7 est élevée dans le côlon proximal et que ce segment intestinal est dominé par des bactéries productrices de butyrate10,47,48, le butyrate pourrait agir comme régulateur négatif de l'absorption du Mg2+ dans ce segment. Bien que la supplémentation en butyrate n'ait pas entraîné de différences de concentration sérique de Mg2+ ou d'extrusion fécale de Mg2+ entre les souris traitées au butyrate et les souris témoins après 1 et 14 jours de traitement dans une étude précédente49, nos analyses de corrélation ont démontré que la teneur en butyrate colique est inversement associée à la concentration sérique. Niveaux de Mg2+ dans un cadre physiologiquement pertinent.

Notre étude est la première à apporter des informations moléculaires sur la manière dont les AGCC influencent l'absorption intestinale de Mg2+. Nous montrons que le traitement au butyrate entraîne une diminution de l'absorption de 25Mg2+ par une inhibition rapide des canaux TRPM6/7, précédant les conséquences métaboliques. En particulier, les patients présentant une carence en Mg2+ peuvent bénéficier d'un faible rapport molaire de butyrate pour améliorer de manière optimale l'absorption du Mg2+.

Les concentrations d'électrolytes sériques et les concentrations d'acides organiques du contenu colique (bouillon de fermentation) ont été déterminées chez des souris mâles C57BL/6J de type sauvage décrites en détail par Gommers et al.18. Cette étude a été approuvée par le comité d'éthique animale de l'Université Radboud de Nimègue (RU DEC 2015-0112) et par la Commission centrale néerlandaise pour les expérimentations animales (CCD, AVD103002016382). Cette étude a été réalisée conformément aux directives et réglementations en vigueur. Cette étude a été réalisée conformément aux directives ARRIVE.

Les concentrations en acides organiques ont été déterminées dans le contenu colique (bouillon de fermentation) de souris. En bref, le contenu colique a été dilué quatre fois avec 1 mol/L d'acide perchlorique (HClO4, Sigma-Aldrich, USA) pour libérer les acides organiques. Les protéines et les graisses dans le bouillon de fermentation ont été précipitées par ultrasons et éliminées par centrifugation pendant 10 min à 20 000 x g. Les acides organiques, y compris les SCFA, ont été déterminés par chromatographie d'échange d'anions à haute performance (HPAEC) avec détection UV et indice de réfraction (RI). 25 µL du surnageant ont été injectés sur une colonne de garde en série avec deux colonnes analytiques Rezex ROA Acides organiques H+ (Phenomenex, USA). Les acides organiques ont été élués de manière isocratique avec 5 mmol/L d'acide sulfurique (H2SO4), avec un débit de 0,60 mL/min. Le four à colonne a été maintenu à une température de 60°C. L'analyse des données a été réalisée avec le logiciel Chromeleon version 7.2 (Thermo Scientific). Des analyses quantitatives ont été réalisées en utilisant des standards des acides organiques (Sigma-Aldrich, USA).

Les concentrations sériques de Mg2+ ont été déterminées à l'aide d'un kit de dosage bleu xylidyl-IL colométrique, selon le protocole du fabricant (Roche/Hitachi, Tokyo, Japon) et mesurées à 600 nm sur un spectrophotomètre à microplaque Bio-Rad Benchmark Plus (BioRad, Hercules, Californie, ETATS-UNIS). Les taux sériques de Ca2+ ont été mesurés à l'aide de la méthode de la complexone à l'o-crésolphtaléine50. En bref, le réactif de couleur o-crésolphtaléine (Sigma, Zwijndrecht, Pays-Bas) a été incubé avec les échantillons et les standards et l'absorbance a été mesurée immédiatement à 570 nm. Les mesures de Mg2+ et de Ca2+ ont été effectuées en utilisant Precinorm U (Roche, Bâle, Suisse) comme contrôle.

La lignée cellulaire de carcinome humain Caco-2 (ATCC® HTB-37™, passage numéro 4–21) a été maintenue dans le milieu d'aigle modifié de Dulbecco avec 25 mmol/L d'HEPES et 4,5 g/L de glucose (DMEM, Lonza, Belgique), complété avec 4 mmol/L de l-glutamine (Sigma-Aldrich, Saint Louis, États-Unis), 5 % (v/v) de sérum bovin fœtal (FBS, HyClone, GE Healthcare Life Sciences, Illinois, États-Unis), 1 % (v/v) ) acides aminés non essentiels (Biowest, MO, États-Unis) et 1 % (v/v) de pénicilline-streptomycine (Gibco, New York, États-Unis). Les cellules ont été maintenues dans un incubateur à 37 °C avec 5 % (v/v) de CO2 et ont été cultivées pendant 21 jours ou autrement indiqué. Le milieu de culture a été changé tous les deux jours et les cellules ont été passées une fois par semaine lorsqu'une confluence d'environ 80 % a été atteinte. Les cellules ont été ensemencées à une densité de 0,5 × 105 cellules par cm2. Des cellules de rein embryonnaire humain (HEK293 ; ATCC®-1573™, numéro de passage 11 à 18) ont été cultivées dans du DMEM additionné de 10 % (v/v) de FBS, de 10 μL/mL d'acides aminés non essentiels et de 2 mmol/L l -Glutamine.

L'effet du Na-butyrate sur la liaison du Mg2+ a été étudié à l'aide du sel vert de pentapotassium de magnésium imperméable aux cellules (Life Technologies, Oregon, États-Unis). Des solutions mères de 100 µmol/L de vert de magnésium ont été préparées en MQ. Le tampon de travail contenait 2 µmol/L de colorant vert magnésium, 115 mmol/L KCl, 20 mmol/L NaCl, 0,1 mmol/L EGTA et 10 mmol/L Tris–HCL, pH 7,2. Les affinités de colorant pour Mg2+ ont d'abord été testées en l'absence de butyrate de Na dans la plage de concentration de 0 à 10 mmol/L de MgCl2 donnant un Kd ~ 1,0 mmol/L (courbe standard, données non présentées). Par la suite, du Na-butyrate, dans la plage de 0 à 20 mmol/L, a été ajouté au tampon de travail (osmolarité ajustée avec NaCl). La fluorescence a été mesurée sur un Tecan I-control Infinite200 pro (Thermo Fisher Scientific) à une absorption de 500 nm et une émission de 535 nm.

L'absorption de Mg2+ par les cellules Caco-2 a été déterminée en utilisant l'isotope stable 25Mg (Cortecnet, Voisins Le Brettoneux, France). Nous avons utilisé l'isotope stable non radioactif 25Mg (abondance naturelle 10%), qui peut être distingué de 24Mg (abondance naturelle 80%) et 26Mg (abondance naturelle 10%). À cette fin, les cellules ont été appauvries en Mg2+ et en sérum pendant une nuit. Au début de l'expérience, les cellules ont été lavées une fois avec un tampon d'absorption basique préchauffé (en mmol/L) : 125 NaCl, 5,0 KCl, 0,5 CaCl2, 0,5 Na2HPO4, 0,5 Na2SO4, 15 HEPES, pH 7,5 ajusté avec NaOH. Ensuite, 500 µL de tampon d'absorption basique contenant 1,0 mmol/L de 25MgO ont été ajoutés aux cellules. À chaque instant, les cellules ont été lavées trois fois avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) glacée et lysées dans du HNO3 (≥ 65 % ; Sigma-Aldrich, Steinheim, Allemagne) à 65 °C pendant 15 min. L'absorption de 25Mg2+ par les cellules a été déterminée par analyse par spectrométrie de masse à plasma à couplage inductif (ICP-MS) (Faculté des sciences, Université Radboud, Nimègue). Les calculs ont été effectués sur la base du rapport normalisé entre 25Mg et Mg total (24Mg + 25Mg + 26Mg) (une augmentation de 25Mg intracellulaire modifiera le rapport isotopique par rapport à son abondance normale).

Les cellules Caco-2 ont été prétraitées avec 25 µmol/L de BAPTA-AM (1,2-bis(o-aminophenoxy)éthane-N,N,Nʹ,Nʹ-tetraacetic acid acetoxymethyl ester) (Invitrogen, Eugene, USA) pour 30 min à 37 °C. Ensuite, les cellules ont été lavées une fois avec un tampon chaud de bicarbonate de Krebs-Henseleit (KHB) (en mmol/L) : 110 NaCl, 5 KCl, 1,2 MgCl2, 0,1 CaCl2, 10 Na-acétate, 2 NaHPO4 et 20 HEPES, pH 7,4 ( NaOH), suivie d'une incubation de 10 min avec un tampon KHB additionné d'inhibiteurs des canaux calciques voltage-dépendants, de félodipine 10 μmol/L et de vérapamil 10 μmol/L, et de 45Ca 1 μCi/mL (lot : 17M431A, Perkin Elmer, MA, USA ) à 37 °C. Ensuite, le test a été arrêté en lavant les cellules trois fois avec un tampon KHB glacé additionné de 0,5 mmol/L de CaCl2 et de 1,5 mmol/L de LaCl3. Les cellules ont été récoltées dans une solution de SDS à 0, 05% (v / v), mélangée à Opti-Flour O (Perkin Elmer, MA, USA). L'absorption de 45Ca a ensuite été quantifiée par un compteur à scintillation liquide (Hidex SL 600, Hidex).

Les taux d'acidification extracellulaire (ECAR) et le taux de consommation d'oxygène (OCR) ont été mesurés à l'aide de l'analyseur de flux extracellulaire Seahorse XFe96 (Agilent Technologies, Texas, États-Unis). Les plaques de culture Seahorse V3 ont été recouvertes de 50 µg/mL de fibronectine. Par la suite, les cellules Caco-2 ont été ensemencées à une densité de 0,5 × 105 cellules par cm2 et cultivées pendant deux jours. Les cellules ont été privées de sérum pendant une nuit avant la mesure. Une heure avant l'analyse, les cellules ont été lavées une fois avec du PBS et incubées avec le milieu DMEM Agilent Seahorse XF pH 7,4 (103575-100 ; avec 5 mmol/L d'HEPES, sans rouge de phénol ni pyruvate de sodium, Agilent Technologies, Texas, États-Unis) complété avec 10 mmol/L de glucose à 37 °C, sans CO2. Après les mesures basales, les cellules ont reçu une injection aiguë de 8 mmol/L de butyrate de Na, d'acétate de Na ou de propionate de Na, suivie de 2 μmol/L d'oligomycine A et d'un mélange de 0,5 μmol/L de roténone et 0,5 μmol/L d'antimycine A. Un cycle de mesure consistait en un temps d'incubation de 3 min et un temps de mesure de 3 min. Les valeurs OCR et ECAR ont été normalisées par rapport à la teneur totale en protéines. Les taux de production d'ATP ont été calculés comme décrit par White et al.51.

Les cellules ont été lysées dans un tampon de lyse glacé contenant (en mmol/L) : 50 Tris–HCl, 1 EGTA, 1 EDTA, 10 glycérophosphate de sodium, 1 orthovanadate de sodium, 10 fluorure de sodium, 10 pyrophosphate de sodium, 270 saccharose et 150 NaCl avec 1 % (v/v) de Triton X-100 et un cocktail des inhibiteurs de protéase suivants : PMSF (1 mmol/L), aprotinine (1 µg/mL), leupeptine (5 µg/mL), pepstatine (1 µg/ mL). Les concentrations de protéines ont été déterminées à l'aide de Bradford selon le protocole du fabricant (Sigma Aldrich, St. Louis, MO, USA). Les échantillons ont été dénaturés dans un tampon laemmli contenant 100 mmol/L de dithiothréitol (DTT) pendant 30 min à 37 °C, soumis à SDS-PAGE (20 µg) et transférés sur des membranes de polyvinylidène (PVDF). Les membranes ont été bloquées dans 5 % (p/v) de lait écrémé en poudre (NFDM) dissous dans 1 × solution saline tamponnée au Tris (TBS)-T (TBS avec 0,1 % (v/v) de Tween-20) pendant 45 à 60 ans. min à température ambiante. Par la suite, les membranes ont été immunotransférées pendant une nuit à 4 ° C avec un anticorps primaire (pAMPKα de lapin (Thr172) (1: 1000, Cell Signaling Technologies, Danvers, États-Unis, # 2535), AMPKα de lapin (1: 1000, Cell Signaling Technologies, Danvers, États-Unis , #5831), lapin pS6K(Thr389) (1:1000, Cell Signaling Technologies, Danvers, USA, #2708), lapin S6K (1:1000, Cell Signaling Technologies, Danvers, USA, #9234). ont été largement caractérisées et sont parmi les plus largement utilisées dans le domaine, les membranes ont été coupées avant l'hybridation avec des anticorps pour économiser les matériaux. Ceci a été effectué de telle manière que les bords étaient d'environ 20 kDa par rapport à la taille attendue de la protéine d'intérêt Le lendemain, les transferts ont été lavés trois fois dans du TBS-T pour éliminer l'anticorps primaire non lié et incubés avec un anticorps secondaire conjugué à la peroxydase de raifort (HRP) (PO α-lapin 1:10 000, Sigma Aldrich, St. Louis, MO, USA ) pendant 1 h à température ambiante Après trois lavages avec TBS-T, les protéines ont été visualisées avec un réactif chimioluminescent (SuperSignal West femto/pico, Thermo Scientific, Waltham, USA) et traitées avec Bio-Rad Chemidoc XRS. Le temps d'exposition optimal a été déterminé et appliqué à chaque transfert spécifiquement pour éviter une sous-exposition ou une surexposition. Les densités de bande ont été quantifiées par analyse densitométrique à l'aide du logiciel Image J (version 2.0).

Les cellules HEK293 ont été transfectées avec 0,5 μg de plasmide TRPM7 de souris (HA-mTRPM7 pCINeo IRES GFP) et 0,5 μg de plasmide TRPM6 humain (HA-hTRPM6 pCINeo IRES GFP) en utilisant Lipofectamine 2000 (Invitrogen) à un rapport ADN:Lipofectamine de 1: 2 pendant 36 –48h. Pour les transfections simples, les cellules HEK293 ont été transfectées avec 1 μg de TRPM6 humain (HA-hTRPM6 pCINEo IRES GFP) ou 1 μg de souris TRPM7 (HA-mTRPM7 pCINEo IRES GFP) à l'aide de Lipofectamine 2000 (Invitrogen) à un rapport ADN: Lipofectamine de 1: 2 pour 36–48h. Avant le début des expériences, les cellules ont été ensemencées sur des lamelles en verre recouvertes de 50 μg/mL de fibronectine (Roche, Mannheim, Allemagne). Les cellules ont été placées dans la chambre d'enregistrement à température ambiante et sélectionnées en fonction de l'intensité du rapporteur fluorescent (GFP). Toutes les expériences ont été entreprises et analysées à l'aide d'un amplificateur EPC-10 et du logiciel Patchmaster (HEKA ElectroniK GmbH, Lambrecht, Allemagne). L'intervalle d'échantillonnage a été fixé à 200 ms et les données ont été filtrées passe-bas à 2,9 kHz. Des pipettes patch-clamp ont été extraites de verre borosilicaté à paroi mince (Harvard Apparatus, March-Hugstetten, Allemagne) et avaient une résistance comprise entre 1 et 3 MΩ lorsqu'elles étaient remplies avec la solution de pipette contenant 150 mmol/L de NaCl, 10 mmol/L de Na2EDTA et 10 mmol/L HEPES, pH 7,3 ajusté avec NaOH. La solution extracellulaire contenait 150 mmol/L NaCl, 10 mmol/L HEPES et 1 mmol/L CaCl2, pH 7,4 ajusté avec NaOH. Des solutions mères de 400 mmol/L de Na-butyrate ont été préparées dans MilliQ (MQ), avec une concentration finale de 8 mmol/L de Na-butyrate dans la solution de pipette. La compensation de résistance série a été fixée à 75–95 % dans toutes les expériences. A partir d'un potentiel de maintien de 0 mV, une rampe de tension linéaire de 500 ms de − 100 à + 100 mV a été appliquée toutes les 2 s. Les densités de courant ont été obtenues en normalisant l'amplitude du courant à la capacité de la cellule à l'aide du logiciel Igor Pro (Wavemetrics, Oregon, USA). Les bargraphes montrent les densités de courant obtenues à + 80 et - 80 mV 200 s après l'effraction de la cellule.

Les résultats sont présentés sous forme de moyenne ± erreur standard de la moyenne (SEM). Sauf indication contraire, les comparaisons entre les deux groupes ont été analysées par le test t de Student non apparié, après avoir testé la distribution normale à l'aide du test de Shapiro-Wilk. En raison de la nature de mesure répétée de l'analyseur Seahorse, ceux-ci ont été spécifiquement testés avec un test t de Student apparié. Les comparaisons de plus de deux groupes ont été analysées par ANOVA à un facteur suivi du test post-hoc de Dunnett ou de Sidak pour corriger les comparaisons multiples. Des analyses de corrélations ont été effectuées à l'aide d'une régression linéaire simple. GraphPad Prism (version 8) a été utilisé pour effectuer les analyses statistiques.

Les données brutes qui appuient les conclusions de cette étude sont disponibles auprès de l'auteur correspondant sur demande raisonnable.

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Nous remercions Desirée Bos du département de radiologie et de médecine nucléaire, centre médical universitaire Radboud, Nimègue, Pays-Bas et Daan Panneman du département Laboratoire métabolique translationnel, centre médical universitaire Radboud, Nimègue, Pays-Bas pour leur assistance technique avec le magnésium vert expériences et mesures d'hippocampe. Ce travail a été soutenu par des subventions de l'Organisation néerlandaise pour la recherche scientifique (J. Hoenderop, NWO VICI 016.130.668 et J. de Baaij, NWO VENI 016.186.012).

Ces auteurs ont contribué à parts égales : Jeroen HF de Baaij et Joost GJ Hoenderop.

Département de physiologie, Radboud Institute for Molecular Life Sciences (RIMLS), Radboud University Medical Center (Radboudumc), PO Box 9101, 6500 HB, Nimègue, Pays-Bas

Lisanne MM Gommers, Pieter A. Leermakers, Jenny van der Wijst, Sara R. Roig, Anastasia Adella, Melissa AE van de Wal, René JM Bindels, Jeroen HF de Baaij & Joost GJ Hoenderop

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Recherche conçue par LMMG, JvdW, JHFdB et JGJH ; LMMG, JvdW, SRR, PAL, RJMB, JHFdB et JGJH ont analysé et interprété les données ; LMMG, JvdW, SRR, MvdW et AA ont effectué des recherches ; LMMG, JvdW, PAL, JHFdB et JGJH ont rédigé l'article ; Tous les auteurs ont eu accès aux données de l'étude et ont examiné et approuvé le manuscrit final.

Correspondance à Joost GJ Hoenderop.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Gommers, LMM, Leermakers, PA, van der Wijst, J. et al. Le butyrate réduit l'absorption cellulaire du magnésium indépendamment de la régulation métabolique dans les cellules du côlon humain Caco-2. Sci Rep 12, 18551 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-21683-6

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Reçu : 01 mars 2022

Accepté : 30 septembre 2022

Publié: 03 novembre 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-022-21683-6

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